2.1 respiração anaeróbica

durante a respiração, diferentes desidrogenases associadas à membrana oxidam substratos solúveis em água e reduzem a menaquinona (MK) na membrana para menaquinol. Sob condições aeróbias, os elétrons são usados para reduzir o oxigênio à água, enquanto que durante condições anaeróbias, elétrons de crescimento respiratório de nitrato são transferidos para nitrato para produzir nitrito (Fig. 5.1). Um dos principais doadores de elétrons da respiração é NADH+H+ produzido em glicólise e no ciclo do ácido tricarboxílico. Dois tipos de NADH desidrogenases ligadas à membrana, NDH-I e NDH-II, foram descritos para bactérias catalisarem a oxidação de NADH+H+ A NAD+ (Yagi, 1993). NDH-I consiste de 14 subunidades, codificadas pelo operão nuo em Escherichia coli, e contém mononucleótido flavina (FMN) e vários aglomerados de ferro–enxofre para parar a transferência de elétrons para protões bombeando através da membrana. NDH-II consiste de uma única subunidade codificada pelo gene ndh. NDH-II não é uma proteína integral de membrana, mas está associada com o lado interno da membrana citoplasmática. Contém dinucleótido de flavina adenina (FAD) como grupo prostético e a transferência de elétrons não é acoplada à translocação de prótons. No genoma B. subtilis, três genes, yjlD, yumB e yutJ, codificam potenciais NADH de-hidrogenases do tipo NDH-II, enquanto que um operão nuo está ausente do genoma B. subtilis (Kunst et al., 1997). YjlD, renomeado Ndh, consiste de 392 resíduos de aminoácidos e mostra a identidade de sequência de 29% para NDH-II de E. coli (Bergsma, Van Dongen, & Konings, 1982). Curiosamente, a quantidade de proteína Ndh de B. subtilis foi encontrado significativamente reduzido em condições anaeróbias (Marino, Hoffmann, Schmid, Mobitz, & Jahn, 2000). Ndh parece ser a principal NADH desidrogenase aeróbica de B. subtilis, como a mutação do gene ndh exibiu um defeito de crescimento aeróbico (Gyan, Shiohira, Sato, Takeuchi, & Sato, 2006). Entretanto, foi demonstrado que a expressão do operão yjlC-ndh é regulada pelo regulador Rex, um regulador transcritorial redox-sensor, que responde à razão NADH/NAD+ (ver também Secção 3.3) (Gyan et al., 2006). Em contraste, a expressão do gene do yumB foi encontrada induzida sob condições respiratórias de nitrato em estudos transcriptomas (E. Härtig, resultados não publicados). É necessário determinar se o YumB e o YutJ têm actividade da NADH desidrogenase, tal como sugerido pela semelhança da sequência proteica, e se são relevantes em condições de crescimento respiratório de nitratos.como outros organismos respiradores aeróbicos, B. subtilis possui uma desidrogenase succinada (sdh) ou mais precisamente um succinato:quinone oxidoredutase, SQR (Hägerhäll, 1997). O complexo enzimático é parte integrante da membrana citoplasmática em bactérias e da membrana mitocondrial interna em eucariontes. Cataliza a oxidação do succinato em fumarato acoplado à redução da quinona. Assim, a enzima é uma parte funcional do ciclo do ácido cítrico e da cadeia respiratória (Hägerhäll, Aasa, von Wachenfeldt, Hederstedt, 1992). SQR in B. subtilis reduces MK and has three protein subunits, SdhA, SdhB, and SdhC. SdhA é uma flavoproteína com uma FAD covalentemente ligada que realiza a oxidação de dois elétrons de succinato para fumarato no citoplasma. SdhB contém três aglomerados de ferro–enxofre (, , e ) que funcionam em transferência eletrônica entre o grupo flavina e heme b do citocromo b558 no SdhC. SdhC tem cinco transmembrana α-helicoidais segmentos e ancora a SdhAB dímero no lado citoplasmático da membrana e funções em transmembrana transferência de electrões para MK (Hederstedt, Maguire, Waring, & Ohnishi, 1985; Matsson, Tolstói, Aasa, & Hederstedt, 2000). Os dois cofactores heme b mediam a transferência de elétrons através da membrana citoplasmática para o lado exterior da membrana em que o MK é reduzido e dois prótons são consumidos (Hederstedt, 2002). Isto é diferente de E. coli, onde os protões para a redução da ubiquinona para ubiquinol são consumidos no lado negativo da membrana, o que não afecta o potencial da membrana. B. subtilis e outros bacilos, como as estirpes Bacillus megaterium e Bacillus cereus, podem crescer em condições oxicas com succinato como fonte de carbono e energia (Schirawski & Unden, 1995, 1998).subtilis, B. megatério e B. cereus não crescem em condições anaeróbicas na presença de glicerol. De acordo, genes para uma glicerol-3-desidrogenase estão faltando nos genomas. No entanto, um gene glpD para a variante aeróbica do sistema de transferência eletrônica localizado na membrana foi detectado em B. subtilis. Não foi encontrada homologia em genes que codificam outras desidrogenases primárias presentes na E. coli, tais como várias desidrogenase de formato, hidrogenases, desidrogenase L-lactato, desidrogenase d-aminoácido, malato:quinona oxidoreductases, ou a quinoproteína glucose desidrogenase. Obviamente, B. subtilis possui apenas um conjunto limitado de desidrogenases primárias doadoras de elétrons, nomeadamente, várias formas de NDH-II e aeróbias glicerol-3-fosfato desidrogenase.em condições aeróbias, os electrões passam de menaquinol através do complexo citocromo bc1 para a citocromo C oxidase tipo aa3. Em estado microaerofílico, utiliza-se a menaquinol oxidase do tipo citocromo bd com elevada afinidade com o oxigénio. O fumarato como aceitador terminal de electrões foi excluído para vários bacilos, incluindo B. subtilis (Schirawski & Unden, 1995). Consequentemente, genes para uma redutase fumarato não são encontrados no genoma B. subtilis. Outras estirpes de bacilos, tais como Bacillus licheniformis e Bacillus circulans, podem respirar fumarato como E. coli.sob condições de crescimento anaeróbico, B. subtilis transfere os electrões exclusivamente para a redutase de nitrato respiratório. Em bactérias, três sistemas diferentes de redução de nitratos são classificados: A NAD(P)de assimilação citoplasmática dependente de nitratos redutases (Nas), A redutase respiratória de nitrato ligada à membrana (Nar), e as redutases de nitrato dissimilatórias periplásmicas (Nap). Todos os três pertencem à família de proteínas DMSO reductase e contêm o cofactor bis-molibdopterina guanina dinucleotídeo (MGD) (Moreno-Vivian, Cabello, Martinez-Luque, Blasco, & Castillo, 1999). O genoma B. subtilis apenas codifica a redutase respiratória nitrato Nar. As enzimas Nar normalmente são compostas de três subunidades. O grande subunidade NarG contém o sítio ativo com o MGD cofactor, um menor solúvel subunidade NarH abriga um e três centros, e subunidade, NarI é um citocromo b. Nar é um quinol-oxidase e a menaquinol piscina é oxidado pelo citocromo b subunidade NarI. Dois elétrons fluem através do heme B de NarI para os aglomerados de ferro–enxofre de NarH e finalmente para a subunidade citoplasmática NarG que reduz nitrato a nitrito. O NarJ a proteína não é parte da enzima, mas necessárias para a montagem final de membrana-dependente da enzima (Blasco, Iobbi, Ratouchniak, Bonnefoy, & Chippaux, 1990; Zakian et al., 2010). Devido aos diferentes locais de oxidação do quinol no periplasma e de redução de nitratos no citosol, a redutase nitrate Nar contribui para a geração de um gradiente de protões (Fig. 5.1). O nar locus consiste narGHJI operon (codificação respiratória nitrato redutase), narK (para um potencial de nitrito de extrusão de proteína), a leitura do quadro ywiC (de função desconhecida), arfM codificação modulador de respiração anaeróbia e fermentação, e também o gene para o anaeróbio regulador Fnr (Cruz-Ramos et al., 1995; Kunst et al., 1997).o nitrito é posteriormente convertido em amônia pela assimilação da nitrito redutase NasDE (Cruz-Ramos et al., 1995; Hoffmann, Frankenberg, Marino, & Jahn, 1998; Hoffmann et al., 1995; Nakano & Zuber, 1998). A NADH-dependente da nitrite redutase assimilatória ou Produtora de amônio é uma enzima contendo siroheme que catalisa a redução de seis elétrons do nitrito para o amônio. O nitrito redutase genes nasDE eram parte de uma nasDEF operon e encontrou imediatamente a jusante do nasBC operon, que codifica o NADH-dependente nitrato redutase (Nakano, Yang, Hardin, & Zuber, 1995; Ogawa et al., 1995).